Stimulation électrique transcrânienne du cortex moteur chez un rat éveillé

Résumé

Source : Fritsch, B. et al. Stimulation cérébrale électrique transcrânienne chez les rongeurs alertes. J. Vis. Exp. (2017)

Cette vidéo démontre l’implantation d’électrodes et l’application de la stimulation électrique transcrânienne (TE) au cortex moteur de rats alertes. Il décrit les étapes impliquées dans le placement des électrodes, l’administration de la stimulation et l’activation neuronale et microgliale qui en résulte, mettant en évidence son potentiel neurothérapeutique.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des modèles animaux ont été examinées par le comité institutionnel local de protection des animaux et le comité d’examen vétérinaire JoVE.

1. Procédure chirurgicale : Implantation d’électrodes thoraciques

REMARQUE : Cette étape peut être sautée lorsque la contre-électrode est placée à l’extérieur sur la poitrine rasée avec un gilet.

1. Placez le rongeur couché (sur la poitrine) sur la table d’opération.
   REMARQUE : En cas d’anesthésie par inhalation, gardez le museau du rat placé dans la buse d’anesthésie, en réduisant encore la concentration d’isoflurane à 1,5-2 %.
2. Désinfectez le cuir chevelu rasé à l’aide d’un spray désinfectant ou d’un coton-tige imbibé d’un agent antiseptique (par exemple, de l’éthanol à 70 %) et laissez sécher à l’air. Répétez l’opération deux fois.
3. Coupez la peau avec un scalpel en une seule ligne du niveau de l’œil rostral au niveau de l’oreille moyenne.
   REMARQUE : Cela permet de tunneliser le câble de connexion de l’électrode thoracique implantée vers le haut de la tête et constitue également la coupe souhaitée pour le placement de la prise de l’électrode de stimulation à courant continu (DCS).
4. Tournez le rat en position couchée, de sorte que la poitrine soit exposée.
5. Désinfectez la peau de la poitrine comme décrit à l’étape 1.2.
6. Élevez la peau latérale de la poitrine droite à l’aide d’une pince à tissus et découpez une boutonnière avec de petits ciseaux d’environ 0,5 cm au milieu de l’aisselle droite. Ensuite, faites une coupe sagittale droite en orientation crânienne avec les ciseaux.
7. Former une poche sous-cutanée en déconnectant de manière atraumatique la peau du muscle pectoral majeur gauche. Pour ce faire, ouvrez à plusieurs reprises les petits ciseaux (ou à l’aide d’un coton-tige imbibé de solution saline).
8. Tournez l’animal sur son côté droit pour creuser un tunnel dans le chemin du câble à partir du coin occipital gauche de la peau de la tête ouverte le long du cou pour sortir dans la poche pectorale en pénétrant dans le fascia superficiel à l’aide d’une pince homéostatique.
9. Ouvrez soigneusement la pince homéostatique pour saisir l’extrémité du câble d’électrode attaché à l’électrode de platine sans laisser les fils pointus s’égarer. Tirez le câble à travers le tunnel jusqu’à ce que l’électrode entre dans le sachet, orienté avec le point de soudure vers la patte postérieure gauche du rongeur. Remettez le rongeur en position couchée.
10. Fixez la plaque de platine à l’aide d’une suture synthétique stérile tressée et non résorbable au fascia pectoral au niveau des deux trous d’angle opposés (4 à 5 nœuds sont recommandés pour la stabilité).
11. De même, attachez le câble au fascia par un nœud lâche, formant une légère boucle avant l’entrée du tunnel tissulaire.
12. Fermez la peau avec 3-4 sutures cutanées, en fonction de la taille de la coupure (le même matériau de suture peut être utilisé pour l’électrode et le câble).

2. Intervention chirurgicale : Mise en place de la prise de stimulation cérébrale électrique transcrânienne épicranienne (tES)

1. Placez l’animal dans un cadre stéréotaxique.
   REMARQUE : Si vous utilisez une anesthésie par inhalation, réduisez la concentration de l’anesthésique à un débit d’isoflurane d’entretien de ~1,5 à 1 %, ajusté au réflexe de pincement des orteils et au schéma respiratoire.
2. Désinfectez le cuir chevelu rasé comme décrit à l’étape 1.2.
3. Coupez la peau avec un scalpel en une seule ligne du niveau de l’œil rostral au niveau de l’oreille moyenne.
   REMARQUE : Si la mise en place de l’électrode thoracique a été effectuée, les étapes 2.2 et 2.3 ont déjà été effectuées.
4. Grattez le périoste (tissu conjonctif sur le crâne) sur les côtés avec le scalpel et essuyez soigneusement avec des cotons-tiges. Fixez le tissu conjonctif aux 4 coins de la coupe à l’aide de pinces bouledogue et laissez-les pendre latéralement pour garder le champ de chirurgie ouvert.
5. Appliquez une solution saline à 0,9 % pour nettoyer la surface des os et les tissus à l’aide de cotons-tiges. Ensuite, nettoyez la surface de l’os avec 3 % H₂O₂. Évitez tout contact avec les tissus. Ainsi, l’os est nettoyé plus en profondeur et les saignements mineurs de l’os seront arrêtés. De plus, les résidus du périoste deviennent visibles. Retirez ces résidus à l’aide d’un coton-tige en appliquant une pression modérée.
   REMARQUE : L’élimination des résidus du périoste augmentera l’adhérence et la durabilité de l’alvéole tES collée sur l’os.
   1. En cas de saignement imparable, utilisez une perceuse à os et touchez-la pendant 1 à 3 s avec une légère pression sur l’os. Cette procédure mécanique permettra, dans la plupart des cas, d’arrêter l’hémorragie sans échauffement important. Ne jamais utiliser d’électrocautérisation sur l’os ; Même une brève application entraînera des lésions des tissus cérébraux (l’électrocautérisation ne doit être utilisée que pour les saignements des tissus des plaies).
6. Comme les vis de fixation amélioreront l’adhérence à la configuration, choisissez un foret adapté à la taille de la vis. Placez deux trous de fraise sur deux plaques osseuses différentes en pré-perçant avec une perceuse à main, puis en appliquant une légère pression verticale avec la perceuse à os. Évitez de vous rapprocher de la position souhaitée de la douille tES, car cela pourrait gêner le vissage de l’électrode (par exemple, pour les tES corticaux moteurs primaires gauche, choisissez la position de la vis pariétale frontale droite et postérieure).
7. Dans le cas d’une contre-électrode implantée, bavure un troisième trou situé dans l’os pariétal postérieur droit pour la fixation future du câble tunnelisé.
8. Placez les vis en plastique dans les trous de bavure et vissez jusqu’à ce que le premier frottement se fasse sentir. Effectuez ensuite trois tours de vis supplémentaires à 180 °. Vérifiez la stabilité de la vis à l’aide d’une pince et ajoutez un tour supplémentaire si ce n’est pas assez serré.
   REMARQUE : Pour les rats adultes, cela garantira la mise en place péridurale des vis sans endommager la dure-mère ou le cerveau (selon la conception du filetage de la vis, le nombre de tours peut varier). L’utilisation de vis en acier inoxydable devrait également être réalisable car même à des densités de courant DCS supérieures au seuil de neurodégénérescence ; La mise en place des vis n’a pas perturbé l’emplacement ou l’étendue de la lésion sous les vis.
9. Allumez le fer à souder et préchauffez pendant environ 5 min. Enroulez le câble sortant du tunnel tissulaire occipital autour de la vis pariétale droite, puis coupez-le en laissant environ 1 cm de câble derrière l’enroulement. Dénudez soigneusement l’isolant à l’extrémité du câble à l’aide d’un scalpel.
10. Fixez le câble enroulé à la vis et à l’os avec de la colle cyanoacrylique.
11. Appliquez une petite quantité de soudure à l’étain sans plomb sur le connecteur et sur les fils nus du câble de la contre-électrode et connectez les deux en appuyant brièvement sur les deux pièces pré-soudées ensemble tout en touchant la panne à souder jusqu’à ce que la soudure à l’étain fonde (environ 2-3 s). Retirez immédiatement la panne à souder pour éviter un échauffement excessif du métal du câble et des dommages ultérieurs aux tissus.
12. Prenez la prise d’électrode tES sur mesure (figure 1B, en rouge) à l’aide d’une pince à pointe dentelée et pliée et appliquez une fine couche de colle cyanoacrylique sur le bord inférieur de la prise. Pour un placement au-dessus du cortex moteur et à l’aide d’une cavité de 4 mm de diamètre, placez le point médian de la cavité à 2 mm en avant et à 2 mm latéralement du bregma. Pour cette position, le bord médial interne de la cavité doit se terminer directement au niveau de la suture sagittale, et le bord caudal doit se terminer à la hauteur du bregma. Appuyez brièvement sur la douille sur l’os (la plupart des colles cyanoacryliques durcissent sous la pression).
    REMARQUE : Placer une source de lumière directement au-dessus de la douille peut faciliter la mise en place de la douille.
13. Assurez-vous que l’os dans la zone de la douille est exempt de colle (en vérifiant avec de la lumière car la colle est réfléchissante). En cas de déversement de colle, retirez la douille, grattez la colle avec le scalpel et répétez l’étape 2.12.
14. Une fois que la douille est en place et que la future zone de stimulation est exempte de colle, scellez d’abord le bord latéral de la cavité au tissu voisin avec une petite goutte de colle cyanoacrylique pour éviter un pont fluide qui pourrait entraîner une dérivation du courant à cet endroit. N’appliquez pas trop de colle car elle pourrait s’écouler dans la zone de stimulation (si cela se produit, revenez à l’étape 2.12).
    REMARQUE : Il est crucial de garder la zone de stimulation exempte de colle, car une réduction de la zone de stimulation peut augmenter considérablement la densité de courant (A/m²).
15. Couvrez toutes les vis avec de la colle cyanoacrylique.
16. Mélangez le ciment acrylique dentaire à deux composants dans un petit tube de silicone ou de verre. Dès qu’il devient visqueux, appliquez-le à l’aide d’une spatule dentaire pour sceller les bords restants de l’alvéole à l’os. Évitez tout écoulement de ciment acrylique dentaire dans la zone de stimulation.
17. Enfin, couvrez l’ensemble du crâne, les vis, le câble de la contre-électrode et la douille jusqu’à 1/3 de la douille avec du ciment acrylique dentaire. Assurez-vous que le ciment a la bonne viscosité : s’il est trop fluide, il s’écoulera dans les tissus environnants ; S’il est trop dur, il est difficile de le répartir uniformément.
18. Lorsque tout l’os est recouvert et que le ciment est durci, retirez les pinces du bouledogue ; la peau doit juste toucher le ciment accumulé afin qu’il ne soit pas nécessaire de suturer. (Si la coupe initiale a été choisie trop longue et que le tissu conjonctif ou le muscle est visible, appliquez une suture comme décrit à l’étape 1.12).
19. Appliquez une couche d’iode à l’aide d’un coton-tige sur le pourtour de la peau coupée et injectez du carprofène par voie sous-cutanée (5 mg/kg de poids corporel dissous dans 5 à 7,5 ml de solution saline à 0,9 % pour le traitement de la douleur et le remplacement des liquides).
    REMARQUE : Si vous utilisez une anesthésie par inhalation, désactivez-la maintenant.
20. Placez le rongeur dans une boîte chauffante pour qu’il se remette de l’anesthésie jusqu’à ce qu’il soit réveillé et que la stabilité posturale soit rétablie.
    REMARQUE : Vérifiez quotidiennement le développement du poids de l’animal, l’état de la plaie et les critères de bien-être général selon les recommandations de l’établissement.

3. Procédure de stimulation électrique transcrânienne

REMARQUE : Comme l’anesthésie affecte les effets de la TES, il est recommandé d’effectuer la stimulation chez les rongeurs alertes dans la mesure du possible. Laissez le rongeur récupérer pendant au moins 5 jours (cicatrisation de la blessure à la tête et à la poitrine) avant de commencer les expériences. Les expériences peuvent être effectuées plus tôt après la chirurgie en utilisant une contre-électrode externe fixée avec un gilet, car la plaie thoracique est la plus irritable, mais les animaux doivent être habitués au gilet d’électrodes pendant plusieurs jours, et des interférences avec les tâches comportementales peuvent se produire.

1. Remplissez la moitié de la prise de l’électrode tES avec une solution saline à 0,9 % et éliminez les bulles d’air.
2. Avant les séances de stimulation cathodique transcrânienne à courant continu (tDCS), vérifiez toujours la chloration et, si nécessaire (comme une surface argentée brillante), rechlorez l’électrode Ag/AgCl. Avant les séances anodales de tDCS, éliminez les éventuels dépôts d’AgCl en excès des stimulations précédentes avec du papier de verre pour permettre une bonne conductivité pendant la stimulation. Vissez le capuchon à vis de l’électrode tES (Figure 1B, pièce grise).
   ATTENTION : Le fait de ne pas rechlorer l’électrode entre les séances de tDCS cathodale entraînera l’épuisement de la chloration pendant la stimulation et l’accumulation de substances toxiques par réaction électrochimique. Cela induira des lésions tissulaires. La rechloration n’est pas nécessaire en une seule séance si la durée de la stimulation est inférieure à 20 min.
3. Connectez les câbles aux deux connecteurs sur la tête (pour la stimulation anodale, le câble anodal est relié au connecteur sur le capuchon à vis, pour la stimulation cathodale, c’est l’inverse).
   REMARQUE : Lorsque vous utilisez une contre-électrode placée à l’extérieur, couvrez la contre-électrode avec du gel conducteur et placez-la sur la poitrine du rongeur. C’est plus facile si l’électrode est préfixée dans un petit gilet pour rongeurs, que le rongeur peut porter pendant la stimulation.
4. Placez le rongeur dans la cage expérimentale, avec les câbles reliés à un émerillon au-dessus de la cage qui permet une libre circulation.
5. Allumez le stimulateur et ajustez les paramètres de stimulation (intensité de la stimulation, durée, temps de montée et de descente).
6. Lorsque vous n’utilisez pas un appareil de stimulation disponible dans le commerce avec une alarme d’arrêt et de déconnexion de sécurité, incluez un compteur dans le circuit pour vérifier le flux de courant constant.
   REMARQUE : Avec cette configuration, la stimulation peut être appliquée pendant l’exécution ou l’entraînement de tâches comportementales.
7. Vérifiez les signes de stress ou d’inconfort chez le rongeur pendant la stimulation.
8. Après la fin de la stimulation, débranchez les câbles, dévissez le capuchon de l’électrode sur la tête, et nettoyez et séchez la prise avec un coton-tige. Renvoyez le rongeur dans l’environnement domestique ou procédez à une procédure comportementale si vous le souhaitez.

Résultats

Figure 1 : Fournitures pour la chirurgie et schéma technique de l’unité de prise tES et du capuchon d’électrode. (A) 1. cotons-tiges, 2. désinfectant, 3. cadre stéréotaxique, 4. fer à souder, 5. analgésique (p. ex...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Softasept N	B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Deutschland	3887138	Agent antiseptique
Ethanol 70 %	Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland	T913.1
Pince	à pointe arquéeFST Fine science tools, Heidelberg, Deutschland	11071-10
Pince à iris, 10cm, droite, dentelée	World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA	15914
Manche de scalpel #3, 13cm	World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA	500236
Lame de scalpel standard #10	World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, États-Unis	500239
écouvillons en cellulose Zelletten	Lohmann und Rauscher, Neuwied, Deutschland	13349	5 x 4 cm
Isoflurane	AbbVie Deutschland GmbH & Co	N01AB06
ciseaux à iris, 11,5 cm, Straight	World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA	501758	Petits ciseaux
Coton-tige/cotons-tiges	Carl Roth GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Deutschland	EH12.1	Rotilabo
Kelly Pince hémostatique, 14cm, Straight	World Precision Instruments, Inc, Sarasota, FL, USA, Inc, Sarasota, FL, USA	501241	Pince chirurgicale
Plaque d’électrode (platine)	custom made	Wissenschaftliche Werkstatt Neurozentrum Uniklinik Freiburg, Deutschland	10x6 mm, 0,15 mm d’épaisseur
Brins de cuivre isolés (~1 mm de diamètre)	Reichelt elektronik GmbH & Co. KG, Sande, Allemagne	LITZE BL	Câble d’électrode
Weller EC 2002 M station de soudage	Weller Tools GmbH, Besigheim, Allemagne	EC2002M1D
Iso-Core EL 0,5 mm	FELDER GMBH Löttechnik, Oberhausen, Deutschland	20970510	Soudure
sans plombSuture en fibre de polyester MERSILENE	Johnson & Johnson Medical GmbH, Ethicon Deutschland, Norderstedt, Allemagne	R871H	Suture tressée non résorbable, 4-0
Histoacryl	B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Deutschland	9381104	Cyanoacrylate
Ketamin 10 %	Medistar GmbH, Allemagne	n/a	Anesthésiques
Rompun 2 % (Xylazine)	Bayer GmbH, Allemagne	n/a	Anesthésiques